细胞转染在研究基因功能、调控基因表达、突变分析和蛋白质生产等方面的应用越来越广泛。细胞转染常用的主要有三种方法：脂质体转染、电穿孔转染以及病毒转染。
 　脂质体转染是目前最方便的方法之一，但转染效率低，有细胞毒性，对细胞的选择性也比较强。缩短消化后贴壁时间或是反式转染（先在培养皿加入混合好的转染试剂和质粒，然后接种细胞）能够在一定程度上提高转染效率，但相对来说转染效率还是比较低，尤其是对于HeLa、MDCK等细胞膜比较厚的“皮实”细胞，转染效率就更低。
 　电穿孔转染就是电流可逆地击穿细胞膜形成瞬时小孔促使DNA分子进入胞内。当遇到某些脂质体转染效率很低或几乎无法转入时建议用电穿孔法转染。但一般对细胞损伤比较大。
对于脂质体转染与电穿孔转染都无法成功转染的细胞系建议用病毒感染，但是转染的基因片段不能太大，同时有一定的安全风险，制备包装病毒价格比较昂贵，比较适用于实验室一次需要量很大的常用质粒包装。
 　基于电穿孔转染的缺点，美国primax专门研究了iporation-Primax细胞转染仪，他电转的电流非常小，同时电流能根据细胞单层的直径大小进行自适性调节，实现细胞几乎在生理状态下的电转染，细胞死亡率比较低。同时一般的电转染仪器适用于悬浮细胞或是需要将细胞消化后转染，但这对细胞损伤比较大（尤其是原代细胞、干细胞等），同时对于某些必须贴壁生长的细胞完全不适用，iporation-Primax细胞转染仪是在细胞贴壁的生理状态下的高效转染。
 　2014年9月美国新墨西哥大学健康科学中心病理学系Angela Wandinger-Ness教授实验室应用iporation-Primax细胞转染肾多囊管状上皮细胞和成牙质细胞进行多囊肾病机制研究，成果“OFD1 and Flotillins Are Integral Components of a Ciliary Signaling Protein Complex Organized by Polycystins in Renal Epithelia and Odontoblasts”发表在Plos One。这是一个典型案例，原纤毛细胞必须在贴壁生长5天完全融合的状态下才能形成纤毛细胞，因此进行类似必须贴壁生长的细胞研究，只能使用iporation-Primax细胞转染仪 。